ОПТИМІЗАЦІЯ СХЕМИ СТЕРИЛІЗАЦІЇ ЕКСПЛАНТІВ ТА ФІТОГОРМОНАЛЬНОГО СКЛАДУ ЖИВИЛЬНОГО СЕРЕДОВИЩА ДЛЯ ВВЕДЕННЯ КУКУРУДЗИ В КУЛЬТУРУ IN VITRO

Автор(и)

  • Н. І. Теслюк Одеський національний університет імені І. І. Мечникова, Україна https://orcid.org/0000-0002-5195-8281
  • К. О. Шульга Одеський національний університет імені І. І. Мечникова, Україна
  • Т. В. Іваниця Одеський національний університет імені І. І. Мечникова, Україна https://orcid.org/0000-0003-2213-2082
  • К. Я. Жиловська Одеський національний університет імені І. І. Мечникова, Україна

DOI:

https://doi.org/10.18524/2307-4663.2025.2(64).333596

Ключові слова:

стерилізація експлантів, Zea mays L., фітогормони, живильне середовище, культура in vitro

Анотація

Мета роботи: оптимізувати схему стерилізації експлантів з використанням протигрибкових агентів та виявити вплив фітогормонального складу живильного середовища на регенераційні процеси у кукурудзи в культурі in vitro.

Матеріали і методи. На етапі введення насіння кукурудзи в культуру in vitro було протестовано чотири схеми стерилізації з використанням фунгіцидів та без них. Визначали вплив фітогормонів цитокінінового та ауксинового ряду: 6-бензиламінопурину (6-БАП) індолілоцтової кислоти (ІОК) на процеси регенерації кукурудзи в культурі in vitro.

Результати. Виявлено, що найбільший вихід стерильних експлантів у культурі in vitro забезпечила обробка препаратами «Хорус» (85,8%) та «Хінозол» (95,2%). За показником життєздатності проростків та довжиною коренів кращі показники були у варіанті з препаратом «Хорус» (на 15% і 45% більше за контроль відповідно). Встановлено, що середовище MS з ІОК 2 мг/л та 6-БАП 0,5 мг/л найкраще впливало на приживлюваність експлантів (84%), на процеси утворення калусу (47%) та на ризогенез (30%), а на стимуляцію пагоноутворення ‒ MS з 6-БАП 2 мг/л та ІОК 0,5 мг/л.

Висновок. Оптимальною схемою для стерилізації насіння кукурудзи як експлантів для культури in vitro є: промивка мильним розчином (5 хв), промивка проточною водою (5 хв), обробка відбілювачем «Білизна» (NaOCl 10,5 г/л, 15 хв), промивка стерильним дистилятом двічі, обробка препаратом «Хорус» (1,4 г/л, 15 хв), промивка стерильним дистилятом тричі. Встановлено, що кращим для процесів введення в стерильну культуру було живильне середовище MS: зі збільшеним вмістом ауксинів (ІОК 2 мг/л) – для індукування калусів і ризогенезу; цитокінінів (6-БАП 2 мг/л) – для стимуляції органогенезу.

Посилання

Gorbatyuk IR, Hnatyuk IS, Bannikova MO, Taranenko AM, Morgun BV. Vplyv rehuliatoriv rostu na reheneratsiinu zdatnist kaliusu miakoi pshenytsi sortu Zymoiarka [Influence of growth regulators on the regeneration capacity of callus of soft wheat cv. Zymoyarka]. Fiziol Roslyn Genet. 2015;2015(1):1–7. [in Ukrainian].

Musiyenko MM, Parshykova TV, Batsmanova LM. Fiziolohiia roslyn [Plant physiology]. Ukr Bot Zh. 2008;65(5):775–780. [in Ukrainian].

Satarova TM, Piralov GR, Bodenko NA, Abraimova OYe. Kalusohenez u linii kukurudzy na foni auksynovoho navantazhennia [Callus formation in maize lines under auxin load]. Bull Inst Grain Farming. 2010;12:5–15. [in Ukrainian].

Tytarenko N, Teslyuk N. Vykorystannia preparativ funhitsidnoi dii dlia zapobihannia kontaminatsii pid chas vvedennia roslyn v kulturu in vitro [Use of fungicidal agents to prevent contamination during the introduction of plants into in vitro culture. Graal Nauky. 2021;7:131–133. [in Ukrainian].

Fedorenko EM, Aldoshyn AV, Cherenkova T. Metodyka vyrobnytstva nasinnia kukurudzy [Methodology of maize seed production]. Dnipro: Aktsent PP; 2013. 52 p. [in Ukrainian].

Hong JK, Baek J, Park SR, Lee GS, Suh EJ. A new protocol to mitigate damage to germination caused by black layers in maize (Zea mays L.) seeds. Agriculture. 2023;13:2147. https://doi.org/10.3390/agriculture13112147

Huang XQ, Wei ZM. High frequency plant regeneration through callus initiation from mature embryos of maize (Zea mays). Plant Cell Rep. 2004;22:793–800. https://doi.org/10.1007/s00299-003-0748-9

Kranz E, Scholten S. In vitro fertilization: analysis of early post-fertilization development using cytological and molecular techniques. Sex Plant Reprod. 2008;21:67–77. https://doi.org/10.1007/s00497-007-0060-x

Krishan K, Alok A, Abhishek K, Bhupender K, Sujay R. In vitro regeneration in maize (Zea mays L.). Maize J. 2021;10(1):6–12.

Odunayo J, Olawuyi O, Olugbenga D, Olumayowa M. In vitro regeneration and proliferation of maize (Zea mays L.) genotypes through direct organogenesis. J Nat Sci Res. 2019. https://doi.org/10.7176/JNSR

Ombori O, Gitonga NM, Mschuka J. Somatic embryogenesis and plant regeneration from immature embryos of tropical maize (Zea mays L.) inbred lines. Biotechnol. 2008;7(2):224–232. https://doi.org/10.3923/biotech.2008.224.232

Parnell J, Pal G, Awan A, Vintila S, Houdinet G, Hawkes CV, Balint-Kurti PJ, Wagner MR, Kleiner M. Effective seed sterilization methods require optimization across maize genotypes. Phytobiomes J. 2024. https://doi.org/10.1094/PBIOMES-12-23-0137-R

Pathi K, Tula S, Huda K, Srivastava V, Tuteja N. An efficient and rapid regeneration via multiple shoot induction from mature seed derived embryogenic and organogenic callus of Indian maize (Zea mays L.). Plant Signal Behav. 2013;8(10):40–45. https://doi.org/10.4161/psb.25891

Wahyudi AT, Priyanto JA, Fijrina H, Mariastuti HD, Nawangsih AA. Streptomyces spp. from rhizosphere soil of maize with potential as plant growth promoter. Biodiversitas. 2019;20(9):247–255. https://doi.org/10.13057/biodiv/d200916

Zameer Z, Mohsin S, Hasnain A, Maqbool A, Malik KA. Influence of explant sources on in vitro callogenesis and regeneration in maize (Zea mays L.). Pak J Agric Res. 2020;33(4). https://doi.org/10.17582/journal.pjar/2020/33.4.917.925

##submission.downloads##

Опубліковано

2025-09-20

Номер

Розділ

ЕКСПЕРИМЕНТАЛЬНІ ПРАЦІ