RALSTONIA SOLANACEARUM: ОСОБЛИВОСТI БIОЛОГIЇ I IДЕНТИФIКАЦIЇ

Р. В. Грицай, Л. Д. Варбанець

Анотація


Ralstonia solanacearum – збудник бактеріального в’янення для широкого кола рослин, із значним географічним ареалом поширення. Маючи Південноамериканське походження, збудник продемонстрував феноменальні адаптивні властивості, протягом другої половини 20-г о століття поширившись та адаптувавшись до умов всіх континентів за виключенням полярних широт. Даний патоген має найбільше економічне значення серед бактеріальних агентів картоплі, будучи карантинним об’єктом для країн Європи та України. В огл яді висвітлені проблемні питання, щодо особливостей біології, таксономії, патогенних властивостей Ralstonia solanacearum, а також сучасних методів діагностики та боротьби з хворобою.


Ключові слова


Ralstonia solanacearum; бура бактеріальна гниль картоплі.

Повний текст:

PDF

Пристатейна бібліографія ГОСТ


Варбанец Л.Д., Гвоздяк Р.И., Мурас В.А., Броварская О.С., Житкевич Н.В. Химический состав и биологическая активность гликополимеров Ralstonia solanacearum (Yabuchi et al., 1995) // Мікробіол. журн. – 1997. – Т. 59. – С. 13–21.

Житкевич Н.В., Українець Л.М., Гвоздяк Р.I. Біологічні властивості Ralstonia solanacearum // Мікробіол. журн. – 2009. – Т. 71. – С. 49–56.

Iвахно С.С., Корнелюх О.I. Мікроареї: огляд технологій та аналіз даних // Укр. біохім. журн. – 2004. – Т. 76, № 2. – С. 5–19.

Левченко В.И., Квашнина Н.А. Бурая гниль картофеля // Защита и карантин растений. – 2006. – № 2. – C. 40–41.

Сикало О.О., Мовчан О.М., Устінов I.Д. Карантинні шкідливі організми. Частина 2. Карантинні хвороби: Підручник (за ред. О.О. Сикало). – К.: Колообіг, 2005. – 412 с.

Akiyama Y., Nishikawaji S., Eda S., Tanaka H., Ohnishi A., Kato K. Lipopolysaccharides of Pseudomonas solanacearum // Agr. Biol. Chem. –1985. – № 49. – P. 1193–1194.

Alvarez B., López M.M., Biosca E.G. Survival strategies and pathogenicity of Ralstonia solanacearum phylotype II subjected to prolonged starvation in environmental water microcosms // Microbiology. – 2008. – V. 154. – P. 3590–3598.

Caruso P., Palomo J.L., Bertolini E., Alvarez B., López M.M., Biosca E.G. Seasonal variation of Ralstonia solanacearum biovar 2 populations in a Spanish river: recovery of stressed cells at low temperatures // Appl. Environ. Microbiol. – 2005. – V. 71. – P. 140–148.

Castillo J.A., Greenberg J.T. Evolutionary dynamics of Ralstonia solanacearum // Appl. Environ. Microbiol. – 2007. –V. 73. – P. 1225–1238.

Chen Y., Zhang W.Z., Liu X., Ma Z.H., Li B., Allen C., Guo J.H. A real-time PCR assay for the quantitative detection of Ralstonia solanacearum in the horticultural soil and plant tissues // J. Microbiol. Biotechnol. – 2010. – V. 20. – P. 193–201.

Elphinstone M.S., Baverstock P.R. Resistance to bacterial wilt in potato as discerned by spread of Pseudomonas (Burholderia) solanacearum in the stem tissues // Plant Pathol. – 1996. – V. 45. – P. 720–726.

Elphinstone J.G. Survival and possibilities for extinction of Pseudomonas solanacearum (Smith) in cool climates // Potato Res. – 1996. – V. 39. – P. 403–410.

Fegan M., Holoway G., Hayward A.C., Timmis J. Development of a diagnostic test based on the polymerase chain reaction (PCR) to identify strains of R. solanacearum exhibiting the biovar 2 genotype / Bacterial wilt disease. Molecular and ecological aspects. ed. by Prior P., Allen C., Elphinstone J. – Berlin: Springer-Verlag, 1998. – P. 34–43.

Fessehaie A., De Boer S.H., and Lévesque C.A. An oligonucleotide array for the identification and differentiation of bacteria pathogenic on potato // Phytopathol. – 2003. – V. 93. – P. 262–269.

Flores-Cruz Z., Allen C. Ralstonia solanacearum encounters an oxidative environment during tomato infection // Mol. Plant Microbe Interact. – 2009. – V. 22. – P. 773–782.

Frey P., Prior P., Marie C., Kotoujansky A., Trigalet-Demery D., Trigalet A. Hrp mutants of Pseudomonas solanacearum as potential biocontrol agents of tomato bacterial wilt // Appl. Environ. Microbiol. – 1994. – V. 60. – P. 3175–3181.

Genin S., Boucher C. Lessons learned from the genome analysis of Ralstonia solanacearum // Annu. Rev. Phytopathol. – 2004. – Vol. 42. – P. 107–134.

Grey, E.B., Steck T.R. The viable but nonculturable state of Ralstonia solanacearum may be involved in long-term survival and plant infection // Appl. Environ. Microbiol. – 2001. – Vol. 67. – P. 3866–3872.

Guidot A., Carrère S., Siri M.I., Pianzzola M.J., Prior P., Boucher C. Specific genes from the potato brown rot strains of Ralstonia solanacearum and their potential use for strain detection // Phytopathol. – 2009. – V. 99. –P. 1105–1112.

Guidot A., Coupat B., Fall S., Prior P., Bertolla F. Horizontal gene transfer between Ralstonia solanacearum strains detected by comparative genomic hybridization on microarrays // ISME J. – 2009. – V. 3. – P. 549–562.

Hayward A.C., Prior P., Allen C. Bacterial wilt disease and the Ralstonia solanacearum species complex. – St. Paul: APSPRESS, 2005. – 528 p.

Hayward A.C. Biology and epidemiology of bacterial wilt caused by Pseudomonas solanacearum // Annu. Rev. Phythopathol. – 1991. – Vol. 29. – P. 65–87.

James D.O. The viable but nonculturable state in bacteria // J. Microbiol. – 2005. – V. 43. – P. 93–100.

Jan P.S., Huang H.Y., Chen H.M. Expression of a synthesized gene encoding cationic peptide cecropin B in transgenic tomato plants protects against bacterial diseases // Appl. Environ. Microbiol. – 2010. – V. 76. – P. 769–775.

Janse J.D. Phytobacteriology: principles and practice. – Wallingford: CABI/Oxford Presss. – 2006. – 368 p.

Janse J.D. Potato brown rot in western Europe-history, present occurrence and some remarks on possible origin, epidemiology and control strategies // Bull. OEPP. – 1996. – V. 26. – P. 679–695.

Jaunet T.X., Wang J.-F. Variation in genotype and aggressiveness diversity of Ralstonia solanacearum race 1 isolated from tomato in Taiwan // Phytopathol. – 1999. – V. 89. – P. 320–327.

Jaynes J.M., Nagpala P., Destefano-Beltran L., Huang J.H., Kim J.H., Denny T., and Cetiner S. Expression of a cecropin B lytic peptide analog in transgenic tobacco confers enhanced resistance to bacterial wilt caused by Pseudomonas solanacearum // Plant Sci. – 1993. – V. 89. – P. 43–53.

Lemessa F., Zellera W. Screening rhizobacteria for biological control of Ralstonia solanacearum in Ethiopia // Biological Control. – 2007. – V. 42. – P. 336–344.

Michel V.V., Mew T.W. Effect of a soil amendment on the survival of Ralstonia solanacearum in different soils // Phytopathol. – 1998. – Vol. 88. – P. 300–305.

Norman D.J., Zapata M., Gabriel D.W., Duan Y.P., Yuen J.M., Mangravita-Novo A., Donahoo R.S. Genetic diversity and host range variation of Ralstonia solanacearum strains entering North America // Phytopathol. – 2009. – V. 99. – P. 1070–1077.

Overbeek L.S., Bergervoet H.W. The low-temperature-induced viablebut- nonculturable state affects the virulence of Ralstonia solanacearum biovar 2 // Phytopathol. – 2004 –V. 94. – P. 463–469.

Poiatti V.A., Dalmas F.R., Astarita L.V. Defense mechanisms of Solanum tuberosum in response to attack by plant-pathogenic bacteria // Biol Res. – 2009. – V. 42. – P. 205–215.

Poussier S., Vandewalle P., Luisetti J. Genetic diversity of African and worldwide strains of Ralstonia solanacearum as determined by PCRRestriction Fragment Length Polymorphism Analysis of the hrp gene region // Appl. Environ. Microbiol. – 1999. – V. 65. – P. 2184–2194.

Poussier S., Trigalet-Demery D., Vandewalle P., Goffinet B., Luisetti J., Trigalet A. Genetic diversity of Ralstonia solanacearum assessed by PCR-RFLP of the hrp region, AFLP and 16S rRNA sequence analysis, and identification of an African subdivision // Microbiology-UK. – 2000. – V. 146. – P. 1679–1692.

Priou S., Gutarra L. Highly sensitive detection of Ralstonia solanacearum in latently infected potato tubers by post-enrichment enzyme  linked immunosorbent assay on nitrocellulose membrane // Bull. OEPP. – 1999. – V. 29. – P. 117–125.

Schell M.A. Control of virulence and pathogenicity genes of Ralstonia solanacearum by an elaborate sensory network // Annu. Rev. Phytopathol. – 2000. –V. 38. – P. 263–292.

Swanson J.K., Yao J., Tans-Kersten J., Allen C. Behavior of Ralstonia solanacearum race 3 biovar 2 during latent and active infection of geranium // Phytopathol. – 2005. – V. 95. – P. 136–143.

Tambong J.T., de Cock, A.W., Tinker N.A., Lévesque C.A. Oligonucleotide array for identification and detection of Pythium species // Appl. Environ. Microbiol. – 2006. – V. 72. – P. 2691–2706.

Wicker E., Grassart L., Coranson-Beaudu D. Ralstonia solanacearum strains from Martinique exhibiting a new pathogenic potential // Applied and environmental microbiology. – 2007. – Vol. 73. – P. 6790–6801.

Wullings B.A., Van Beuningen A.R., Janse J.D., Akkermans A.D. Detection of Ralstonia solanacearum, which causes brown rot of potato, by fluorescent in situ hybridization with 23S rRNA-targeted probes // Appl Environ Microbiol. – 1998. – V. 64. – P. 4546–4554.

Zhang Z., Coyne D.P., Vidaver A.K., Mitra A. Expression of human lactoferrin cDNA confers resistance to Ralstonia solanacearum in transgenic tobacco plants / // Phytopathol. – 1998. – V. 88. – P. 730–734.

 





DOI: https://doi.org/10.18524/2307-4663.2012.3(19).92611

Посилання

  • Поки немає зовнішніх посилань.


Creative Commons License
Ця робота ліцензована Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License.

ISSN 2076-0558 (Print); 2307-4663 (Online)